Биотехнологические аспекты определения токсичности пестицидов на клеточных и организменных тест-системах

Во введении обоснована актуальность исследования, цель и задачи работы, ее научная
новизна и практическая значимость.
В первой главе представлен обзор научно-технической литературы, в которой показано
практическое применение пестицидов, описаны свойства наиболее популярных гербицидов и
механизм действия на растения, представлены данные об уровнях остатков пестицидов в
объектах окружающей среды и возможных путях трансформации в естественных условиях.
Анализ литературных данных показал, что наличие различных химических веществ в
остаточных количествах привело к развитию биотестирования на клеточном и организменном
уровнях с целью определения их токсического действия. Дано описание различных тест-
объектов и их ответной реакции на действие пестицидов, представлены преимущества
биологических тест-систем и требования к ним.
Во второй главе изложены материальная часть, объекты и методы исследования.
В третьей главе представлены результаты и их обсуждение. Для расчета фактически
применяемых в сельском хозяйстве концентраций гербицидов использовали инструкции к
применению препаратов. Расчет содержания гербицидов в почве проводился при условии
обработки растений опрыскиванием. На основании литературных данных (Куликова Н.А.,
2010) проникновение пестицидов в почву принимали равным 70% от общего объема рабочей
жидкости гербицида, плотность почвы – 1,2 г/см3, глубина проникновения гербицидов
равнялась глубине пахотного слоя – 20 см. Результаты расчета представлены в таблице 1.
С учетом расчетных концентраций первый этап биотестирования водных образцов на
Stylonychia mytilus был проведен с содержанием гербицидов в лунке от 1 до 100 мг/л.
Stylonychia mytilus является естественным представителем почвенной биоты и
удовлетворяет основным требованиям, предъявляемым к тест-объектам.
Привыбореоптимальныхусловийпробоподготовкиисследуемыхпестицидов
основывались на справочных данных о растворимости гербицидов в воде, в результате чего
указанный эксперимент проводили с наименее растворимым препаратом – глифосатом.
Растворение глифосата осуществляли при температурах 30С и 60С, с применением
ультразвука (УЗ) и без УЗ. Полное растворение глифосата подтверждалось методом ВЭЖХ.
Анализ экспериментальных данных позволил установить, что оптимальными условиями
растворения глифосата является использование ультразвука в течение 45 мин при
температуре 60 0С. Эти условия пробоподготовки использовались и при применении других
исследуемых гербицидов.
Таблица 1
Расчетные концентрации гербицидов
НаименованиеНаименованиеРасчетная концентрация гербицидов в 1 кг
препаратадействующего веществапочвы (Сmin, Cmax), мг/кг
«Торнадо 500,ГлифосатСmin = 219; Cmax = 438 (паровые поля)
ВР»Сmin = 438; Cmax = 583 (поля под посев)
«Дикопур Ф, ВР»2,4-ДСmin = 175; Cmax = 280
«Лорнет, ВР»КлопиралидСmin = 14; Cmax = 58

Для изучения токсичности гербицидов, в качестве тест-объектов было выбрано
биотестирование на суточной культуре стилонихий (Stylonychia mytilus). Культивирование
стилонихий и подготовку суточной культуры осуществляли по ГОСТ 31674-2012 «Корма,
комбикорма, кормовое сырье. Методы определения общей токсичности».
Для определения оптимального количества клеток простейших был проведен
эксперимент с растворами глифосата в концентрациях 60, 70, 80 мг/л при времени воздействия
24 часа. Результаты опыта представлены в таблице 2.
Таблица 2
Численность клеток в зависимости от концентрации глифосата в растворе
КонцентрацияКоличество клеток стилонихий в лунке
глифосата, мг/лмикроаквариума
Исходное значение простейших23568915
Контроль, через 24 часа771014152230
6057911151820
7000145621
8000012322

Опыт показал, что при концентрациях гербицида 70, 80 мг/л единичные клетки
инфузорий погибали, при большом количестве (15 клеток) – увеличивался рост числа
простейших практически в 1,5 раза. Полученные данные не давали однозначной интерпретации
о токсичности гербицидов. При концентрации гербицида 60 мг/л ответная реакция стилонихий
при различной численности была одинакова, в среднем рост клеток увеличился вдвое при
времени экспозиции 24 часа.
Кроме того, большое количество инфузорий (более 20 клеток) в лунке затрудняло
подсчет простейших, что делало его недостоверным в ходе дальнейшего исследования. Исходя
изэкспериментальныхданных,оптимальноеколичествостилонихийвлункедля
биомониторинга было взято от 6 до 9 клеток.
Для оценки воздействия гербицидов при биотестировании на простейшие учитывали
следующую тест-реакцию: изменение количества инфузории (выживаемость, размножение). В
зависимости от выживаемости стилонихий выделяли следующие критерии токсичности:
«нетоксичный», «токсичный». При выживаемости инфузорий в количестве менее 50% и
времениэкспозиции24часаконцентрациягербицидовсчитали«токсичной»,при
выживаемости инфузорий в количестве более 50% и суточной экспозиции – «нетоксичной».
Для биотестирования готовили модельные растворы гербицидов (глифосат, 2,4-Д,
клопиралид) с концентрациями от 2 до 200 мг/л, с учетом двукратного разбавления,
концентрации в лунках при биотестировании составляли от 1 до 100 мг/л. Изменение
количества простейших учитывали через 2, 6, 24, 72 часа относительно начала опыта.
Глифосат при концентрации 90, 100 мг/л показывал высокую токсичность по отношению
к инфузориям, происходила полная гибель клеток. Ингибирующие концентрации – 70, 80 мг/л:
при времени экспозиции 24 часа, выживаемость инфузорий составляла 66, 25 %
соответственно. Таким образом, концентрацию глифосата 70 мг/л интерпретировали
«нетоксичной», прирост клеток через 72 часа увеличивался в 1,5 раза. Концентрация гербицида,
которая не подавляла рост клеток, 60 мг/л. При концентрациях глифосата от 10 до 60 мг/л и
времени экспозиции 24, 72 часа наблюдался интенсивный рост клеток.
При тестировании растворов гербицида 2,4-Д зафиксированы летальные концентрации
от 60 до 100 мг/л. Содержание гербицида 2,4-Д в количестве 50 мг/л являлось токсичным, так
как выживаемость стилонихий составляла 42,8%. Ингибирующая концентрация, при которой
происходила частичная гибель инфузорий – 40 мг/л. Данная концентрация все же не являлась
токсичной, поскольку численность клеток при суточной экспозиции увеличивалась в 1,3 раза.
Концентрация гербицида, которая не подавляла рост клеток – 30 мг/л. При концентрациях от 1
до 30 мг/л и времени экспозиции 24 часа численность стилонихий увеличивалась в 2 раза.
Растворы с содержанием клопиралида в количестве от 60 до 100 мг/л вызвали полную
гибель клеток. Концентрации, подавляющие рост клеток, составляли 40, 50 мг/л. Выживаемость
простейших при концентрации 50 мг/л и суточной экспозиции – 86 %, при содержании
клопиралида в количестве 40 мг/л и времени экспозиции 24 часа наблюдалось увеличение
количества инфузорий в 1,4 раза. При концентрациях от 1 до 30 мг/л и суточной экспозиции
увеличение количества стилонихий составляло более чем в 1,6 раза. Из опытных данных можно
сделать вывод, что клопиралид при концентрациях 50 мг/л и менее, при времени выдержки в
течении 24 часов не являлся токсичным для Stylonychia mytilus.
Результаты исследования показали, что ответная реакция простейших Stylonychia mytilus
наблюдалась на пестициды различной структуры и в концентрациях от 1 до 100 мг/л.
Следовательно, инфузории можно использовать в качестве тест-объекта для оценки
воздействия на клеточный организм токсичных веществ в различных концентрациях.
Присутствие гербицидов в водных растворах вызывало изменение размеров стилонихий.
При подсчете количества клеток с выдержкой 72 часа в лунках микроаквариума наблюдалось
большое количество особей стилонихий, в 10-15 раз меньше материнских. Изменение размера
клеток инфузорий происходило при добавлении всех гербицидов (глифосата, 2,4-Д,
клопиралида) при концентрации, не подавляющей рост инфузорий, и до 1 мг/л, рисунок 1.

аб

Рис. 1. – Форма и размер клетки инфузории: а – в начале опыта; б – при концентрации
глифосата 40 мг/л, время экспозиции 72 часа

Апробация Stylonychia mytilus в качестве тест-объекта проводилась при оценке
токсичности почвы, зараженной гербицидом.
УчитываяопубликованныеданныеФГБУ«Россельхозцентр»онаиболее
востребованных гербицидосодержащих препаратах в России в 2018 году, глифосатсодержащие
препараты занимают ведущее место. Дальнейшее биотестирование почвы проводили с
использованием глифосата.
Глифосат может связываться с частицами почвы, образуя комплексы. При этом важное
значение имеет структура почвы. В частности, из песчаной почвы глифосат может быть
достаточно быстро вымыт водой, а в почвах с высоким содержанием глины храниться годами.
Биотестирование проводили на почвах различного гранулометрического состава. В
зависимостиотсодержанияглины,образцыпредставлялисобойтритипапочв:
легкосуглинистая, супесчаная, легкоглинистая. Биотестирование проводилось на образцах
почвы, зараженной глифосатом с концентрацией 200 мг/кг. Экспериментальные данные
показали, что водные вытяжки всех типов почв не являлись токсичными. Количество
стилонихий при суточной экспозиции в опытных образцах увеличилось в среднем в 1,6 раза, в
контрольных – в 2 раза.
Для определения содержания глифосата в водных вытяжках были приготовлены образцы
из всех типов почв, зараженных глифосатом с концентрацией 200 мг/кг, с выдержкой 1, 2, 3
часа при температуре 60 °C. Количественное определение гербицида в водных образцах
проводили с помощью высокоэффективной жидкостной хроматографии (ВЭЖХ).
Средние концентрации глифосата в водных вытяжках легкосуглинистой, супесчаной и
легкоглинистой почв составили от 29,56 до 35,48 мг/л, таблица 3. В ходе опыта нами были
полученырезультаты,которыенагляднодемонстрировали,чтопочвыразличного
гранулометрического состава с концентрацией глифосата 200 мг/кг не являлись токсичными.
Таблица 3
Содержание глифосата в водных вытяжках
3Время экспозиции при 60Средняя концентрация глифосата в водной
С, чвытяжке, мг/л
134,80 ± 1,04
Легкосуглинистая233,54 ± 1,01
почва334,53 ± 1,04
133,83 ± 1,01
Супесчаная почва233,90 ± 1,02
335,48 ± 1,06
129,56 ± 0,89
Легкоглинистая231,08 ± 0,93
почва332,03 ± 0,96

Учитывая, что расчетное содержание глифосата составляет от 200 до 600 мг на 1 кг
почвы, для дальнейшего биотестирования были подготовлены пробы почвы различного
гранулометрического состава с концентрациями глифосата 400, 600 мг/кг, время выдержки для
приготовления водной вытяжки – 1 час при температуре 60 0С.
Водные вытяжки, полученные из почвы с содержанием глифосата 400 мг/кг, не являлись
токсичными. При суточной экспозиции численность стилонихий увеличилась в среднем в 1,7
раз, в контрольных образцах – в 2 раза, при экспозиции 72 часа наблюдался активный рост
инфузорий в опытных и контрольных образцах.
Ответная реакция Stylonychia mytilus наблюдалась при концентрации гербицида в почве
от 600 мг/кг, которая выражалась в ингибирующем действии на размножение инфузорий. При
биотестировании почвы с содержанием гербицида 600 мг/кг наблюдалось уменьшение
количества клеток в среднем до 81 % относительно начала опыта (0 часов), в контрольных
опытах численность стилонихий увеличилась в среднем в 2,1 раза. Необходимо отметить, что
при биотестировании почвы при различных концентрациях глифосата (200, 400, 600 мг/кг),
также наблюдались морфологические изменения дочерних клеток инфузорий в сторону
уменьшения размеров, что свидетельствует о негативном влиянии гербицида на клеточный
организм.
В сельскохозяйственной практике гербициды используют многократно, что в разы
увеличивает содержание пестицидов в почве. Вследствие этого, концентрации гербицидов в
почве являются достаточными для получения ответной реакции инфузорий.
Для изучения влияния глифосата на микробное сообщество биотестирование проводили
с помощью почвы и торфонавозной смеси, которые обрабатывали гербицидом в концентрациях
200, 400, 600 мг/кг. В качестве контрольных образцов использовали почву и смесь свободные от
гербицида. Исследование торфонавозной смеси проводили с учетом видового разнообразия
микробного сообщества. Идентификацию микроорганизмов осуществляли с помощью MALDI-
TOF масс-спектрометра.
В целях максимально возможного получения видового разнообразия почвенных
микроорганизмов на первой стадии процесса почву и смесь инкубировали 48 часов при
температуре (37±0,5) 0С.
По результатам микробиологического анализа опытных и контрольных образцов
торфонавозной смеси выявлен активный (сплошной) рост многих представителей мезофильных
микроорганизмов.Микробноесообществобылопредставленобактериямисемейства
Enterococcaceae, Escherichia coli, плесневыми микрогрибами рода Aspergillus spp., Mucor spp.,
бактериями рода Proteus и Citrobacter. При микробиологическом посеве почвы наблюдался
менее активный рост мезофильных культур, с гораздо меньшим разнообразием микрофлоры.
Почвенная флора была представлена единичными колониями плесневых микрогрибов рода
Aspergillus spp, Escherichia coli и большей частью представителями спорообразующих
почвенных бактерий Bacillus cereus.
Для исследования влияния глифосата на термофильных представителей почвенной
флоры, опытные и контрольные образцы почвы и смеси подвергали термостатированию при
температуре (60±0,5)С в течение 48 часов. Установление пастеризационного периода
способствовало уменьшению общей численности микроорганизмов. Микробное сообщество
почвы и смеси было представлено термофильными спорообразующими палочковидными
бактериями Bacillus spp. Дальнейшее снижение температуры до (37±0,5) 0С слабо влияло на
рост и видовое разнообразие почвенной биоты. Видовой состав микроорганизмов в
торфонавозной смеси и почве при различных условиях культивирования приведен в таблице 4.
Таблица 4
Видовой состав микроорганизмов
СодержаниеУсловия культивирования, численность и наименование колоний микробного
глифосатасообщества
в образцах,48 часов при температуре48 часов при температуре
мг/кг0
37 С60 0С
Легкосуглинистая почва
200Е. coli*, плесневые грибы рода бактерииBacilluscereus,B.
Aspergillus spp.*, Bacillus cereus, licheniformic,B.megaterium,
численность колоний 3,2^103 КОЕ/гчисленность колоний 2,4^102 КОЕ/г
400Е. coli*, плесневые грибы рода бактерииBacilluscereus,B.
Aspergillus spp.*, численность колоний licheniformic,B.megaterium,
2,8^103 КОЕ/гчисленность колоний 2,5^102 КОЕ/г
600Е. coli*, плесневые грибы рода бактерииBacilluscereus,B.
Aspergillus spp.*, Bacillus cereus, licheniformic,B.megaterium,
численность колоний 2,8^103 КОЕ/гчисленность колоний 2,4^102 КОЕ/г
Торфонавозная смесь
200бактерии рода Citrobacter и Proteus, Е. бактерииBacillussubtilis,B.
coli, Enterococcaceae, плесневые грибы megaterium, B. pumilus, численность
рода Aspergillus spp., Mucor spp., более колоний 1^103 КОЕ/г
8^104 КОЕ/г
400бактерии рода Proteus, Е. coli, бактерии Bacillus licheniformic, B.
Enterococcaceae, плесневые грибы megaterium, B. pumilus, численность
рода Aspergillus spp., Mucor spp., более колоний 7^102 КОЕ/г
8^104 КОЕ/г
600бактерии рода Citrobacter и Proteus, Е. бактерии Bacillus licheniformic, B.
coli, Enterococcaceae, плесневые грибы megaterium, B. pumilus, численность
рода Aspergillus spp., Mucor spp., более колоний 8^102 КОЕ/г
8^104 КОЕ/г
Легкосуглинистая почва
КонтрольЕ. coli*, плесневые грибы рода бактерииBacilluscereus,B.
Aspergillus spp.*, Bacillus cereus, licheniformic,B.megaterium,
3,2^103 КОЕ/гчисленность колоний 3,2^102 КОЕ/г
Торфонавозная смесь
Контрольбактерии рода Citrobacter и Proteus, Е. бактерии Bacillus licheniformic, B.
coli, Enterococcaceae, плесневые грибы megaterium, B. pumilus, B. altitudini,
рода Aspergillus spp., Mucor spp., более численность колоний 5,8^102 КОЕ/г
1^107 КОЕ/г
______________
* – Единичные колонии.

Опытные данные показывают, что глифосат при различных концентрациях не оказывал
выраженного негативного воздействия на видовой состав и численность микроорганизмов.
Следующим этапом работы было определение хронической токсичности глифосата,
содержащегося в зерне, в концентрациях 7, 14 и 28 мг/кг при биотестировании на белых мышах.
Концентрации пестицида были взяты на основании литературных данных (Кузнецова Е.М.,
2010) по изучению остаточного количества гербицида в сельскохозяйственных культурах.
Эксперимент выполняли в две стадии. Первая стадия предусматривала раздельное
содержание самцов и самок в течение 1 месяца до достижения половозрелого возраста 3-х
месяцев. Для этого животные были распределены на 16 групп, и помещались в индивидуальные
клетки следующим образом: четыре клетки по 3 самца, двенадцать клеток по 3 самки. Далее из
них формировались 4 подгруппы, каждая из которых включала одну клетку с самцами и три
клетки с самками. Животных каждой подгруппы кормили соответственно зерном, свободным
от глифосата и зерном, содержащим глифосат в количестве 7, 14 и 28 мг/кг.
Вторая стадия предусматривала перераспределение животных из 16 групп на 12 семей. С
учетом схемы кормления на первой стадии, в индивидуальную клетку с самками помещали
самца. В результате были образованы также 4 подгруппы. В соответствии с этим
распределением каждая подгруппа животных содержала по 3 семейства мышей, и на
протяжении всего опыта каждая подгруппа получала в корм зерно, содержащего определенное
количество глифосата 7, 14, 28 мг/кг и без него (контрольная группа). Вода подавалась из
поилок, кормление осуществлялось раз в сутки без ограничения.
Для наблюдения динамики воздействия гербицида на животных, ½ часть лабораторных
мышей содержалась по схеме второй стадии в течении 3 месяцев, затем умерщвлялась методом
декапитации, другая часть – через 5 месяцев.
Критериями хронической токсичности служили изменение поведенческих реакций
животных, воспроизводство потомства, количество особей в потомстве и жизнеспособность
детенышей, число павших животных и сроки их гибели, изменения в клетках крови и тканях
органов.
Клиническая картина у мышей в опытных подгруппах не имела признаков отравления,
изменений в поведении животных не наблюдалось.
Воспроизводство потомства в контрольных и опытных подгруппах животных
различалось существенно. Появление первого потомства в контрольных подгруппах
зарегистрировано в период от 20–23 дней после начала второго этапа эксперимента. Число
детѐнышей варьировало от 6 до 9 особей.
В подгруппе лабораторных животных, кормление которых осуществлялось зерном овса,
содержащего гербицид в количестве 7 мг/кг, потомство воспроизвела только одна самка.
Период до появления потомства составил 68 дней с задержкой от 46 до 48 дней по сравнению с
контрольной подгруппой. В помѐте насчитывалось 6 детѐнышей, продолжительность их жизни
составила от 1 до 3 дней.
В подгруппе животных, кормление которых осуществлялось зерном овса, содержащего
глифосат 14 мг/кг, потомство также воспроизвела единственная самка, период до
воспроизводства потомства составил 80 дней с задержкой от 60 до 58 дней по сравнению с
контрольной подгруппой, число детѐнышей составило 7, продолжительность их жизни от 1 до 4
дней. Самки из третьей опытной подгруппы, кормление в которой осуществлялось зерном овса,
содержащего глифосат 28 мг/кг, не принесли потомства за время эксперимента. При
патологоанатомическом вскрытии по истечении 5 месяцев после начала второго этапа
эксперимента у единственной самки из подгруппы в рогах матки обнаружены 7 эмбрионов.
При исследовании мазков периферической крови было выявлено количественное
изменение содержания форменных клеток у опытных животных по сравнению с контрольными.
Токсическое воздействие гербицида выражалось в подавлении лимфоцитообразования, рисунок
2.

аб
КонтрольнаяКонтрольная

лейкоцитов в крови, тыс.
пробапроба
лейкоцитов в крови, тыс.

87,137,137,1387,137,137,13

Среднее количество
Среднее количество

7Опыт7Опыт
55
42,6842,68
32,411,9532,411,95
11
7142871428
Концентрация гербицида в зерне, мг/кгКонцентрация гербицида в зерне, мг/кг

Рис. 2. Количество лейкоцитов в крови лабораторных мышей, питавшихся в эксперименте
зерном овса, обработанным глифосатом в разной концентрации, в течение: а – 4 месяцев;
б – 6 месяцев.

Количество лейкоцитов в крови в подгруппе животных, кормление которых
осуществлялось зерном с содержанием гербицида 7 мг/кг, снизилось в среднем на 30 и 66 %
спустя 4 и 6 месяцев соответственно; в группе животных, которых кормили зерном с
содержанием гербицида 14 мг/кг, снижение составило 30 и 62 % через 4 и 6 месяцев
соответственно, у животных, получавших корм с содержанием гербицида 28 мг/кг, количество
лейкоцитов упало на 38 и 73% соответственно.
В ходе всего эксперимента у опытных животных наблюдалось снижение числа
эритроцитов крови. Среднее уменьшение количества эритроцитов в первой подгруппе
составило 23 и 38 % через 4 и 6 месяцев соответственно, во второй – 36 и 47 %, а в третьей – 43
и 59 % соответственно, рисунок 3.
а108,958,958,95б109,29,29,2Контрольная
Контрольная

эритроцитов крови, млн.
пробапроба
Среднее количество

Среднее количество
эритроцитов крови,
6,858
5,72ОпытОпыт
5,145,67
664,91
3,75

млн.
22
7142871428
Концентрация гербицида в зерне, мг/кгКонцентрация гербицида в зерне, мг/кг

Рис. 3. Количество эритроцитов в крови лабораторных мышей, питавшихся в эксперименте
зерном овса, обработанным глифосатом в разной концентрации, в течение: а – 4 месяцев; б – 6
месяцев.

При исследовании цитологических препаратов крови получены следующие результаты.
Большинство эритроцитов нормохромные, имеют одинаковую форму, центральную зону
просветления. В тоже время, при исследовании цитологических препаратов в мазках крови всех
опытных животных наблюдались качественные изменения эритроцитов, выраженные анизо- и
пойкилоцитозом, рисунок 4.
аб

Рис. 4. Эритроциты в крови лабораторных мышей, питавшихся в эксперименте зерном
овса, период кормления 4 месяца: а – контрольные животные; б – концентрация гербицида
в зерне 28 мг/кг.

При патологоанатомическом исследовании лабораторных животных из контрольного
опыта состояние паренхиматозных органов соответствовало норме. У опытных животных
выраженные изменения обнаружены в печени, тонком и толстом отделе кишечника. В
результате хронической интоксикации печень слегка увеличена в размерах, дряблой
консистенции, светло-коричневого цвета. Стенки тонкого и толстого отделов кишечника серого
цвета, консистенция дряблая, слизистая оболочка светло-коричневого цвета, циркулярно
расположенные складки не просматривались, слизистая оболочка местами слущивалась.
Наиболее ярко патологические изменения стенки кишечника были выражены у мышей,
поедавших зерно с концентрацией гербицида 28 мг/кг, в виде точечных кровоизлияний под
слизистой оболочкой тонкого кишечника.
При микроскопическом исследовании гистологических препаратов печени наиболее
сильные изменения также обнаружены у опытных животных, поедающих зерно с максимальной
концентрацией гербицида. В капиллярных протоках наблюдалось значительное количество
лейкоцитов, нечеткое прослеживание балочно-радиального строения печеночных долек,
расширение синусоидных капилляров, удлиненная полигональная форма гепатоцитов и
увеличение размера клеток. У животных, поедающих зерно, содержащее гербицид в количестве
7, 14 мг/кг, наблюдалось расширение синусоидных капилляров, в протоках просматривались
единичные лимфоциты. В таблице 5 приведены некоторые значения ширины синусоидных
капилляров лабораторных животных различных групп.
Таблица 5
Ширина синусоидов печени
Номер образцаШирина синусоидного капилляра, мкм
К(3)-1 (животное из контрольной подгруппы) 3,8; 3,9; 4,2; 4,4; 4,7; 4,9; 4,9; 5,3; 5,2; 5,8; 6,2;
6,9; 7,4; 7,8; 8,2
7(3)-1 (животное из опытной подгруппы,6,7; 6,8; 7,2; 7,3; 7,3; 7,4; 7,4; 7,7; 7,9; 8,2; 8,6;
содержание глифосата в зерне 7 мг/кг)8,9; 9,1; 9,5; 9,7
14(1)-2 (животное из опытной подгруппы,5,8; 6,2; 6,5; 6,5; 6,9; 7,1; 7,2; 7,3; 7,4; 8,1; 8,5;
содержание глифосата в зерне 14 мг/кг)8,9; 10,7; 13,3; 15,1
28(3)-2 (животное из опытной подгруппы,5,8; 5,9; 6,1; 6,3; 7,7; 7,9; 9,4; 10,3; 10,9; 11,3;
содержание глифосата в зерне 28 мг/кг)12,1; 12,5; 12,5; 12,6; 14,6

Исследования показали, что остаточное количество глифосата в зерне с концентрациями
7, 14, 28 мг/кг способно вызывать количественное и качественное изменение форменных клеток
крови, негативно воздействуя на кроветворную систему. Установлено, что происходит
угнетение функции репродуктивной системы опытных животных и изменение структуры
паренхиматозных органов. Опытные данные свидетельствуют о хронической токсичности
глифосата при исследуемых концентрациях.
ВЫВОДЫ
1) Широкое распространение получили методы биотестирования, основанные на
изучении одноклеточных и низших животных, т.к. они характеризуются непродолжительным
жизненным циклом развития, хорошей выживаемостью в условиях in vitro и позволяют
получать экспресс информацию. Экспериментальные животные являются удобным тест-
объектомдляоценкитоксическогопотенциалагербицидов. Прибиоиндикациина
организменном уровне используются лабораторные мыши, крысы.
2) Оптимальное количество простейших для проведения биомониторинга – 6-9 клеток
Stylonychia mytilus.
3) Ответная реакция простейших наблюдалась при концентрациях гербицидов
(глифосата, клопиралида, 2,4-Д) от 1 до 100 мг/л. Биоиндикатор проявил быструю ответную
реакцию. Это позволяет использовать стилонихии в качестве тест-объекта для оценки
воздействия гербицидов при различных концентрациях.
4) При биотестировании почвы различного гранулометрического состава при
концентрациях глифосата 200, 400, 600 мг/кг ответная реакция стилонихий наблюдается при
содержании гербицида в почве 600 мг/кг. Снижение количества клеток составляет в среднем до
81 % относительно начала опыта, в то время как контрольных опытах численность простейших
увеличивается в среднем в 2,1 раза. Кроме того, при биотестировании почвы при различных
концентрациях от 200 до 600 мг/кг наблюдается ответная реакция стилонихий в виде
морфологических изменений в сторону уменьшения размеров клеток.
5) Глифосат при концентрациях от 200 до 600 мг/кг не оказывал негативного
воздействия на микробное сообщество почвы и торфонавозной смеси. Кроме того, в
экспериментальных образцах идентифицированы бактерии рода Е. coli, Proteus, Bacillus,
которые способны осуществлять биодеградацию фосфорорганических гербицидов.
6) На всем протяжении эксперимента гибель мышей не зарегистрирована. За время
проведения опыта животные всех групп были активны, хорошо поедали корм. В ходе
длительной интоксикации глифосатом при концентрациях 7, 14, 28 мг/кг было отмечено
снижение фертильности и жизнеспособности потомства опытных животных по сравнению с
контрольными.
7)Припатологоанатомическомвскрытиимышей,перенесшиххроническую
интоксикацию, наблюдались изменения печени, тонкого и толстого отделов кишечника.
Патологические изменения в стенке кишечника у мышей, поедающих зерно с концентрацией
гербицида 28 мг/кг, более ярко выражены, и появляются более тяжелые повреждения: точечные
кровоизлияния под слизистой оболочкой тонкого кишечника.
8) Данные опытов показали количественные и качественные изменения форменных
клеток крови. Наблюдалось снижение количества лейкоцитов в среднем от 30 до 73 % и
эритроцитов в среднем от 23 до 59 % у опытных животных на всем протяжении эксперимента.
Качественные изменения клеток крови выражались в виде анизоцитоза и пойкилоцитоза.