Влияние хитозана на фотосенсибилизирующую активность порфиринов и их комплексов с амфифильными полимерами в фотогенерации синглетного 1О2 кислорода

Глава 1. Литературный обзор
В первой главе приведены современные представления о химической структуре,
фотокаталитических и спектральных характеристиках порфириновых фотосенсибилизаторов.
Рассмотрены механизм действия метода АФДТ и его преимущества перед остальными методами
лечения локальных инфекций (труднозаживающие раны, трофические язвы, диабетические стопы).
Обсуждены современные представления о свойствах и структуре хитозана. Представлена общая
характеристика амфифильных полимеров.

Глава 2. Методическая часть
2.1.Объекты исследования.
В качестве фотосенсибилизаторов использовали как водорастворимые порфирины:
динатриевую соль 3,8-ди(1-метоксиэтил)дейтеропорфирина IX (димегин, ДМГ, синтезирован
Пономаревым Г.В. в Институте биологической и медицинской химии) и три натриевую соль хлорина
е6 (ХЛ, Frontier scientific Inc.), так и гидрофобные порфирины – 5,10,15,20-тетрафенилпорфирин(ТФП)
и фторированный тетрафенил порфирин- 5,10,15,20-пентафторфенилпорфирин (ТФПF20 (Sigma-
Aldrich)). Структуры фотосенсибилизаторов представлены на рис.1.
CH3CH2
H3COCHCH3СН
CH3
CH3H3C
H 3CCHOCH3
СН CH2
NHNNHN

NHNNNH
H 3CCH3H3C
CH3
CH2CH2СН2-+
СН2COO Na
CH2CH2-+
а–СН2COO Na
COO Na+COO Na+-+б
COO Na

RR:1

NNFF
HR
R
HF

NN
FF

Rв

Рис.1 Структурные формулы порфиринов: ДМГ (а), ХЛ (б), ТФП
(в,1) ТФПF20(в, 2)

В качестве амфифильных полимеров были выбраны хорошо изученные и широко
использующиеся в медицине поли-N-винилпирролидон (ПВП, м.м. 4∙104М, Sigma-Aldrich) и тройной
блоксополимер этилен- и пропиленоксида, плюроник F127 (F127, м.м.12,6∙10-3М, BASF). В качестве
биологически активного полисахаридов использовали низкомолекулярный хитозан (ХТ20) с м.м.
2∙104Да, СД 75% (ЗАО “Биопрогресс”) и среднемолекулярный хитозан (ХТ100) с м.м. 105Да, СД 75%
(Sigma-Aldrich), а в качестве субстрата – триптофан (Sigma-Aldrich).
2.1.1 Солюбилизация гидрофобных порфиринов.
Для солюбилизации органорастворимых порфиринов (ТФП и ТФПF20) получали совместный
раствор порфирина (5 ∙10-6 моль/л) и амфифильного полимера (10-5 – 10-3 моль/л) в хлороформе. Сухой
остаток (аддукт), полученный после удаления растворителя (в роторном испарителе), растворяли в
дистиллированной воде. Степень γ солюбилизации порфирина определяли по электронным спектрам
поглощения (ЭСП) водных растворов, по IV Q полосе, не меняющей величины оптической плотности
(D) в солюбилизированном состоянии. Для каждого типа порфирина параметр γ рассчитывали как
отношение величины D выбранной полосы в ЭСП водного и исходного (хлороформного) растворов: γ
= D1/D2, где D1 и D2 – соответствующие значения оптических плотностей.
2.1.2 Получение фотосенсибилизированных систем ФС-АП-ХТ.
Тройную систему ФС-АП-ХТ получали последовательным смешением расчетных количеств
растворов 10-4 моль/л порфирина, 4-6 % раствора амфифильного полимера и 1-2 % раствора хитозана.
После добавления каждого компонента раствор перемешивался в течение 5 мин. Было показано, что
порядок смешения не влияет на фотокаталитическую активность систем.
2.1.3 Получение пленок ХТ, ПВП, ХТ-ПВП и их смесей с ДМГ для рентгенструктурного
анализа и АСМ
Для РСА пленки толщиной до 100 мкм получали при испарении водных (ПВП, ПВП-ДМГ) и
уксуснокислых, содержащих хитозан, растворов исследуемых полимеров и их смесей с ДМГ,
нанесенных на целлофановую подложку, так, чтобы в пленках массовые соотношения ХТ-ПВП
составляли от 1:2 до 1:15, для ДМГ-ХТ-ПВП 1:15:30.
Для АСМ образцы готовили путем испарения нанесенного на предварительно подготовленную
слюду 5 мкл раствора ПВП и его смесей с ХТ и ДМГ в воде с последующим выдерживанием образца
при комнатной температуре в течение 24 часов. Образцы систем, содержащих хитозан, получали
испарением соответствующих уксуснокислых растворов. Соотношенияв пленках ХТ-ПВП
составляли от 5:1 до 1:10.
2.2 Исследование каталитических свойств фотосенсибилизирующих систем в водных
растворах
Исследование активности порфиринсодержащих полимерных систем в процессе генерации
синглетного кислорода в водной фазе проводили, используя реакцию окисления триптофана
синглетным кислородом с образованием эндопероксида триптофана. За кинетикой процесса следили
по изменению концентрации триптофана, которую определяли по значению оптической плотности
полосы поглощения (λ = 280 нм) в УФ-спектре триптофана.
Для сопоставительной оценки активности порфиринсодержащих систем в тестовой реакции
фотоокисления триптофана в водной среде вводили эффективную удельную константу скорости kэфф,
определяемую по начальному линейному участку кинетической зависимости Ci = Ci(t):
kэфф = (1/t) ·ln(C0i/Ci)/СPPS(1),

где С0i – начальная концентрация субстрата i, Ci(t) – концентрация субстрата i на момент
времени t (с) фотоокисления, СPPS – концентрация фотосенсибилизатора. Погрешность определения
kэфф составляла 10%.
2.3 Методы исследования надмолекулярной структуры полимеров в тройных
системахПФС-АП-ХТ с порфиринами в растворе и в пленках.
2.3.1. Динамическое светорассеяние. Размер частиц и Zeta потенциал полимеров (F127 и
ХТ100) и солюбилизированного F127 ТФПF20 в водных растворах в исходном состоянии, и в тройных
системах (ТФПF20-F127-ХТ100) системах определяли методом динамического светорассеяния и
электрофоретическим рассеянием света на приборе Malvern Zetasizer Nano ZS (Malvern Instruments
Ltd., UK), оснащенном He-Ne-лазером (λ= 633 нм) при угле 173о. ξ – потенциал измеряли с помощью
лазерной доплеровской велосиметрии путем определения электрофоретической подвижности. Для
расчета значений ξ – потенциала использовалось уравнение Генри. Для всех систем с учетом низкой
концентрации полимера использовались диэлектрическая проницаемость 78,5 и вязкость 0,8872 МПа∙с
для чистого растворителя.. Растворы фильтровали через стандартную 0,22 мкм мембрану в
оптическую ячейку (1 × 1 см). Данные обрабатывались с помощью программного обеспечения
Zetasizer Software 6.2 (Malvern Instruments Ltd., UK).
Возможные взаимодействия порфиринов с полимерами фиксировали по сдвигам полос
поглощения и флуоресценции порфиринсодержащих водных растворов с помощью
спекторофотометра Cary50 и спектрофлуориметра CaryEclipse (Varian, Австрия), соответственно.
2.3.2. Атомно-силовая микроскопия (АСМ). Исследование структуры поверхности пленок
полимеров методом АСМ проводили на микроскопе Solver P47 NT-MDT (Россия) в полуконтактной
моде в режиме топографии. Использовали кантилеверы ETALON производства NT-MDT (Россия) с
резонансной частотой 235 кГц и радиусом закругления 10 нм. Были получены изображения размерами
3×3, 6×6 и 13×13 мкм2. Для каждого образца производилось сканирование как минимум в 5-ти местах.
Топографию поверхности пленок полимеров, а также их локальные механические свойства
(Модуль Юнга) изучали также методом PeakForce QNM на атомно-силовом микроскопе MultiMode 8
(Bruker, USA) при помощи зонда RTESPA -300 производства Bruker (USA). Исследовались области
площадью 5×5 мкм.
2.3.3. Рентгеноструктурный анализ. Исследование структуры пленок полимеров методом
рентгеновской дифракции в больших и малых углах рассеяния проводили на рентгеновском
дифрактометре с координатным детектором (излучение CuKα, λ = 1.542 Å, расстояние образец-
детектор 105 мм, ширина рентгеновского пучка в плоскости образца и ширина окна детектора 4 мм).
Интенсивность рентгеновского рассеяния измеряли «на просвет» при комнатной температуре в
интервале значений модуля дифракционного вектора 0.04 нм–1 < S < 4.5 нм–1 (S=2sinθ/λ, 2θ – угол рассеяния, λ – длина волны рентгеновского излучения). 2.3.4. ИК-спектрометрия. Выявление возможных взаимодействий полимерных компонентов АП –ХТ системы ПФС-АП-ХТ в пленках, полученных из совместных растворов, проводили методом ИК-спектрометрии (VARIAN FTS 800 FT-IR Scimitar Series Spectromet) Глава 3. Влияние хитозана на фотокаталитическую активность водорастворимых ПФС и комплексов ПФС- АП Как было уже упомянуто, проблема использования хитозана при получении полимерных фотосенсибилизирующих систем для АФДТ заключается в том, что в его присутствии значительно снижается активность ПФС. Для создания эффективных фотосенсибилизирующих систем с использованием в качестве биологически активного компонента - хитозана, важно было установить основные черты механизма влияния хитозана на активность ФС в генерации синглетного 1О2 кислорода в водной фазе. Исследования проводились для образцов хитозана с низкой (~ 20кДа, ХТ20) и средней (~100 кДа, ХТ100) молекулярными массами и одинаковой (70%) степенью деацетилирования, поскольку известно, что биоцидная активность хитозана возрастает при уменьшении молекулярной массы полисахарида [5], так, что наибольшая антибактериальная активность и иммуностимулирующие свойства наблюдались у хитозана с молекулярной массой от 6,5 до 150 кДа. [8]. 3.1 Влияние хитозана на фотокаталитическую активность ДМГ и ХЛ Фотокаталитическая активность ДМГ и Хл резко падает при добавлении хитозана (в интервале концентраций 1∙10-4 - 6∙10-4М (0,001-0,1мас.% )). Для ДМГ были получены зависимости эффективной константы скорости kэфф реакции фотоокисления триптофана от концентрации хитозана ХТ20 и ХТ100 (рис.2). Рис. 2 Зависимость эффективной kэфф,л/(моль*с) константы скорости фотоокисления триптофана, катализируемого ДМГ, от концентрации хитозана: Мм 20 кДа (1) и Мм 100 кДа (2). Концентрация ДМГ - 5·10-6 моль/л, концентрация триптофана 1·10-4моль/л. 1 0,00,20,40,60,81,05,85,96,0 Схт *103, моль/л Как следует из рис.2, молекулярная масса хитозана (в выбранном интервале молекулярных масс) не влияет на величину эффекта влияния хитозана на активность ПФС - фотокаталитическая активность димегина в присутствии ХТ20 и ХТ100, уменьшается приблизительно в 3 раза, для хлорина величина константы скорости уменьшается ~ в два раза. Такое падение, очевидно, связано с процессами агрегации молекул ДМГ, происходящими в слабокислых растворах хитозана в основном благодаря взаимодействию между отрицательно заряженными периферийными карбокси- группировками ДМГ и протонированными свободными аминогруппами хитозана, а также за счет поляризации молекул ДМГ при протонировании центральных NН-групп порфирина. Об образовании агрегатов ДМГ в присутствии хитозана свидетельствуют, в частности, спектры поглощения и флуоресценции порфирина (рис.3, а, б). Как видно из рис. 3а, где представлены электронные спектры поглощения ДМГ в отсутствие (1) и в присутствии ХТ100 (2), при добавлении полисахарида, происходит значительное падение оптической плотности и уширение полосы Соре, а в спектрах флуоресценции ДМГ при этом наблюдается значительное падение интенсивности и гипсохромный сдвиг полос, что обычно связывается с агрегацией макромолекул ДМГ вблизи протонированных аминогрупп ХТ100 (рис. 3б) 1. Для системы ДМГ-ХТ20 электронные спектры поглощения аналогичны спектрам системы с ХТ100 0,7 Оптическая плотность D 0,6 аб 0,5 Интенсивность 0,4 0,32 0,2675 0,1100 0,00 300400500600550600650700750 Длина волны, нмДлина волны, нм Рис.3 Электронный спектр поглощения (а) и спектр флуоресценции (б) ДМГ(1) и ДМГ-ХТ100 (2). Концентрация ДМГ -5·10-6моль/л, концентрация ХТ100 1·10-3моль/л. 3.2 Влияние хитозана на фотокаталитическую активность комплексов ПФС-АП Ранее было показано, что в присутствии амфифильных полимеров ПВП, F127, ПЭО и др., фотокаталитическая активность водорастворимых порфиринов (ДМГ, ХЛ, фотодитазин) в реакции окисления триптофана возрастает благодаря образованию слабосвязанных межмолекулярных комплексов ПФС-АП. В частности, в присутствии комплексов ДМГ с ПЭГ, F127 и ПВП kэфф фотоокисления возрастала в 1,2, 1,5 и 2 раза соответственно по сравнению с kэфф в присутствии чистого ДМГ. Было высказано предположение, что образование комплексов ПФС-АП может уменьшить взаимодействие между порфиринами и хитозаном, в связи с чем, далее в работе было изучено влияние хитозана на активность комплексов ПФС-АП, причем в качестве амфифильных полимеров использовали ПВП и F127. 3.2.1 Особенности фотокаталитической активности комплексов ДМГ-ПВП в присутствии ХТ20 Влияние ПВП на фотокаталитическую активность комплекса ДМГ в присутствии ХТ20 исследовали в диапазоне концентраций ПВП – 5∙10-6 -5∙10-4 моль/л (0,06-2%), концентрация хитозана менялась с 1∙10-4 – до 6∙10-3моль/л (на звено, 2∙10-3%-0,1%). Были получены зависимости эффективной константы скорости фотоокисления триптофана от концентрации ПВП при разных концентрациях ХТ20 (Рис.4). 1500 1400 1300Рис. 4. Зависимость эффективной kэфф,л/(моль*с) константы скорости kэфф реакции фотоокисления триптофана, катализируемой системой ДМГ-ПВП- ХТ20, от концентрации ПВП. 1- С(ХТ20) =0 моль/л; 2- С(ХТ20) =1·10-4 моль/л; 3- С(ХТ20) =5·10-4 моль/л; 4- С(ХТ20) =10-3 моль/л, 5- С(ХТ20) =5·10-3 моль/л 4(концентрация хитозана в расчете на звено). 5Концентрация ДМГ -5·10-6 моль/л, концентрация триптофана 1·10-4 моль/л. 0,00,20,40,60,81,04,84,95,0 Cпвп*104,моль/л Как видно из рис.4, зависимости kэфф от концентрации ПВП при разном содержании ХТ (в том числе, и для чистого ДМГ, кривая 1), носят экстремальный характер: при концентрации ~ ПВП >10-4
(моль/л) величина kэфф уменьшается. Это обусловлено, очевидно «неэффективным связыванием»
порфирина молекулами ПВП, когда в результате взаимодействия с полимером молекулы триптофана
оказываются слишком удалены от ПФС.
Рост kэфф для системы ДМГ-ХТ20 при добавлении ПВП связан, очевидно с образованием
слабосвязанных комплексов ДМГ-ПВП, препятствующим связыванию ДМГ с макромолекулами
хитозана.
В то же время в слабокислых растворах ХТ20 наряду с агрегатами, в которых аминогруппы
(ответственные за связывание ПФС) участвуют в образовании межмолекулярных водородных связей
в агрегатах ХТ20, остается определенное количество свободных макромолекул [9], способных
взаимодействовать с ПФС. Такое взаимодействие, очевидно, не удается полностью исключить даже в
присутствии больших концентраций ПВП.

3.2.2Особенности фотокаталитической активности комплексовДМГ-ПВП в
присутствии ХТ100
Добавление АП в интервале концентраций от 3∙10-6 М до 1∙10-4 М (10-4%-1%), к раствору ДМГ
в присутствии ХТ100 приводит к увеличению эффективной константы скорости фотоокисления
триптофана (рис.5 a,б). Как следует из рис.5, ПВП более эффективно повышает фотокаталитическую
активность системы ДМГ в присутствии ХТ100, чем плюроник, даже при больших концентрациях
хитозана (рис.5).
В присутствии ПВП и ХТ100 значения kэфф (рис. 5a (2-5)) в изученном интервале концентраций
амфифильного полимера приближаются к значениям kэфф для комплекса ДМГ-ПВП в отсутствие
хитозана (рис. 5a). В присутствии ХТ100 при добавлении плюроника происходит «восстановление»
активности ДМГ (рис. 5б) только чуть выше уровня свободного ДМГ. Такое различие связано с рядом
факторов, прежде всего, как уже отмечалось, эффект повышения активности свободного ДМГ в
присутствии F-127 меньше, чем в присутствии ПВП [10]. Кроме того, в 0,2% уксусной кислоте
меняется структура мицелл плюроника F127, (данный аспект будет рассмотрен в главе 5), что
приводит к дополнительной агрегации порфирина в системе.

1600
а
1б1
1500
21200
14005
13005
kэфф,л/(моль*с)

12001000
11003
1000
kэфф,л/(моль*с)
8004
500400
200
0123459,89,910,00,00,20,40,60,81,04,84,95,0
СПВП *105М
СF-127 *104

Рис. 5. Зависимость эффективной константы kэфф скорости реакции фотоокисления триптофана,
катализируемой системами: ДМГ-ХТ100-ПВП (а), ДМГ-ХТ100-F-127 (б) от концентрации амфифильного полимера.
Концентрация хитозана 1 – 0 моль/л; 2- 1·10-4 моль/л; 3- 6·10-4 моль/л; 4- 10-3 моль/л, 5- 6·10-3 моль/л (концентрация
хитозана в расчете на звено). Концентрация ДМГ -5·10-6 моль/л, концентрация триптофана 1·10-4 моль/л.

Значительный (в 4-5 раз) рост эффективной константы kэфф скорости фотоокисления
триптофана в присутствии ДМГ и ХТ100 при добавлении ПВП, по-видимому, связан с частичным
связыванием молекул порфирина, ранее локализовавшихся в агрегированном состоянии вблизи
аминогрупп хитозана, с макромолекулами поливинилпирролидона. На это указывает, в том числе, рост
интенсивности всех полос в спектрах флуоресценции ДМГ в присутствии ХТ100 при добавлении ПВП.

3.2.3 Особенности влияния ХТ100 на kэфф окисления триптофана в присутствии
комплексов ХЛ- АП
Добавление ПВП и F127 к ХЛ приводит к незначительному росту фотокаталитической
активности ХЛ (рис.6 кривые 1 и 3, соответственно). Добавление ПВП в систему ХЛ – ХТ100, как и в
случае систем ДМГ-ХТ100, приводит к возрастанию kэфф, (рис.6, кривая 2). А в присутствии плюроника
F127 активность систем ХЛ-ХТ100 практически не меняется (рис.6, кривая 4).
Одна из причин такого различия связана с тем, что комплекс ХЛ с ПВП более стабилен, чем
комплекс с плюроником F127 [11]. Поскольку ХЛ, более гидрофилен по сравнению с ДМГ, он
локализуется в опушке мицелл F127, и, видимо, способен к агрегации вблизи аминогрупп хитозана.
Это следует из спектров флуоресценции ХЛ в присутствии F127 и ХТ100 (рис.7). Так, при добавлении
плюроника наблюдается батохромный сдвиг полосы флуоресценции ХЛ (кривая 1 и кривая 3), а в
присутствии ХТ100 происходит гипсохромный сдвиг полосы спектра флуоресценции ХЛ и падение ее
интенсивности (кривая 2), что говорит об агрегации молекул ХЛ. Добавление плюроника F127 к
системе ХЛ – ХТ100 не приводит к сдвигу полосы флуоресценции ХЛ, но приводит к падению
интенсивности этой полосы (кривая 4). Что может быть связано с дополнительной агрегацией хлорина
вблизи образующегося «псевдо-поликатиона» мицелл плюроника F127, образование которого будет
рассмотрено в главе 5.
1350600
130013
1250
1200
Интенсивность, у.е.
1150
kэфф,л/(моль*с)

1100400
1050
10004
850200
7004
6000
0,00,51,01,52,04,64,85,0600650700750
САП *10 ,моль/л
Длина волны, нм

Рис. 6. Зависимость эффективной константы скоростиРис.7 Спектры флуоресценции ХЛ (1), его
kэфф реакции фотоокисления триптофана, катализируемойкомплексов с ХТ100(2), комплекса ХЛ-F127 (3) и
ХЛ-ХТ100-АП, от концентрации амфифильного полимера.тройной системы: ХЛ-F127-ХТ100(4).
(1) – ХЛ-ПВП, (2) -ХЛ-ПВП –ХТ100, (3) -ХЛ- F127, (4) –
ХЛ-F27 –ХТ100. Концентрация ХЛ – 5·10-6 моль/л,
концентрация триптофана 10-4моль/л, концентрация
ХТ100- 6·10-4моль/л (0,01%масс.).

По-видимому, активность ФС в растворах, содержащих АП и ХТ, определяется не только
процессами агрегации (как ФС, так и F127 в кислых средах), но и солюбилизирующей способностью
АП. По-видимому, более гидрофобный ДМГ лучше солюбилизируется ПВП и плюроником по
сравнению с более гидрофильным ХЛ. А комплексы ХЛ с ПВП более стабильны, чем с плюроником
[12].

3.3 Влияние надмолекулярной структуры и межмолекулярных взаимодействий
полимерных компонентов в растворе на фотосенсибилизирующую активность системы ФС-АП-
ХТ
Для установления возможных взаимодействий полимерных компонентов (ХТ и АП) и его
влияния на фотосенсибилизирующую активность порфиринсодержащих фотосенсибилизирующих
систем в водных средах были использован метод ДСР. Для установления влияния структуры
полимерныхкомпонентовнафотокаталитическуюактивность порфиринсодержащих
фотосенсибилизирующих систем были использованы методы исследования твердых пленок
полимерных смесей, полученных при испарении водных (ПВП, ПВП-ДМГ) и уксуснокислых,
содержащих хитозан, растворов исследуемых полимеров и их смесей с ДМГ.
3.3.1 Влияние молекулярной массы хитозана на его структуру в хитозансодержащих
системах в твердом состоянии по данным атомно-силовой микроскопии, рентгеноструктурного
анализа.
Рентгеноструктурный анализ
По данным РСА структура изученных образцов хитозана зависит от его молекулярной массы.
В частности, на дифрактограмме порошка ХТ20 наблюдаются узкие дифракционные максимумы в
широком интервале углов рассеяния. Это свидетельствует о совершенной крупнокристаллической
структуре ХТ20. В то же время, на дифрактограмме порошка ХТ100 наблюдаются два размытых
дифракционных пика при S ≈ 1, 1.3 и 2.2 нм–1. Следовательно, низкомолекулярный хитозан отличается
от ХТ100 типом кристаллической решетки и высокой степенью упорядоченности структуры.
Аналогичная картина наблюдалась и на дифрактограммах пленок, полученных из подкисленных
водных растворов ХТ20 и ХТ100.
Для выявления существования возможных взаимодействий между макромолекулами ПВП и
ХТ100 были получены дифрактограммы пленок смесей ХТ100-ПВП в соотношении 1:2 (рис.8).
Оказалось, что дифрактограмма пленки ХТ100–ПВП (1:2), полученной из совместного раствора
полимеров (экспериментальная дифрактограмма) (рис. 8, кривая 1) отличается от модельной
дифрактограммы, полученной сложением интенсивностей дифрактограмм ХТ100 и ПВП, взятых в
пропорции содержания этих полимеров в композитной пленке (модельная пленка, рис. 8, кривая 2).
Как видно из такого сравнения, для пленки ХТ100–ПВП в области больших углов рассеяния
интенсивности рассеяния ХТ100 и ПВП складываются примерно аддитивно, но в малых углах
рассеяния экспериментальная интенсивность рассеяния такой пленкой (рис. 8, кривая 1) во много раз
превышает модельную интенсивность (рис. 8, кривая 2) и, соответственно, экспериментальные
интенсивности пленок ПВП и хитозана. Вероятно, это объясняется тем, что ПВП и хитозан образуют
двухфазную пленку с отдельными фазами ПВП и хитозана, за счет контраста в плотности которых и
возникает сильное малоугловое рассеяние.

Рис. 8 – (1) экспериментальная дифрактограмма пленки
хитозан–ПВП (1:2).2 – модельная дифрактограмма,
полученная из дифрактограмм пленки хитозана и пленки
ПВП. Логарифмический масштаб по оси абсцисс.

Атомно-силовая микроскопия.
Методом АСМ в режиме топографии исследованы участки поверхности тонких пленок
хитозана и ХТ-ПВП, полученных при высыхании на слюде подкисленных водных растворов,
соответствующих составов. Оказалось, что структура поверхности тонких пленок хитозана зависит от
его молекулярной массы. Так, участки поверхности ХТ100 визуализируются в виде нерегулярно
расположенных мелких глобул, а ХТ20 кристаллизуется на подложке в виде дендритоподобных
структур.
Дополнительно в режиме PeakForce QNM были измерены локальные механические
характеристики (деформация, модуль Юнга и адгезия) пленок ХТ100-ПВП толщиной 100 нм, на
участках размером 5×5 мкм (рис.9, а-в). На поверхности этих пленок образуются
микронеоднородности и наблюдается разделение фаз на наномасштабах. Оказалось, что локальные
механические характеристики поверхности пленки в микронеоднородностях отличаются, что
подтверждает существование двух фаз. Иными словами, ПВП и хитозан не смешиваются на
молекулярном уровне, а существуют в виде двух независимых микрофаз. Значения модуля Юнга для
мягкой фазы 1,8 ГПа, для более твердой 2,4 ГПа, что соответствует модулю Юнга пленки ХТ100.
абв
Рис. 9 АСМ-изобржения полученные в режиме PeakForce QNM участка поверхности пленки ХТ100-
ПВП, полученной при испарении раствора, содержащего полимеры (при массовом их соотношении 1:2,
соответственно), топография (а), модуль Юнга (б) и деформация (в).

3.3.2. Влияние АП на размеры ассоциатов хитозана в растворе (метод ДСР).
Для выявления возможных процессов комплексообразования в системах ПФС – ХТ –АП методом
ДСР были исследованы размеры частиц (ассоциатов) в растворах исходных полимеров (F127, ПВП,
ХТ100 ) и смесей АП – ХТ и ПФС- ХТ в зависимости от концентрации реагентов. Оказалось, что
размеры ассоциатов, образующихся в растворах исходных полимеров, не зависят от их концентрации.
По данным ДСР средний диаметр ( d ) молекул ХТ100, свободного F127 и ПВП оказались равны
90 нм, 7нм и 9 нм, соответственно (табл. 1 №. 5, 1, 4), что соответствует литературным данным. Для
ХТ100 наблюдается большая разница между размерами частиц в растворе (табл. 1 №. 5, 6), что связано,
очевидно, с большой молекулярной массой исходного хитозана (100кДа). В частности, согласно [13],
в растворах хитозанов с М.м.~ 100 кДа могут быть аccоциаты, не удаляемые фильтрованием или
седиментацией за счет дальнейшего взаимодействия низкомолекулярных агрегатов (после удаления
больших агрегатов) и образования более крупных частиц, поcкольку пpиcутcтвие таких агpегатов
наблюдалоcь и в отфильтpованныx pаcтвоpаx низкомолекуляpных xитозанов[14].
В растворах смеси полимеров АП-ХТ100, как следует из табл.1 (№.7,8), распределение частиц по
размерам соответствует такому же распределению в растворах исходных полимеров (Таблица 1, №.
1,4,6). Таким образом, полученные данные свидетельствуют, что взаимодействие между АП и ХТ100 в
растворе 0,2% уксусной кислоты практически отсутствует.

Таблица 1. Распределение по размерам ассоциатов в водных и уксуснокислых
растворах ХТ100, АП, ХТ100-АП, ТФПF20-F127, ТФПF20-F127-ХТ100 при разных
концентрациях компонентов.
№Состав раствораd , нмξ-potential, mV
Peak1 Peak2 Peak3
1F127 2%*6.956
2F127 1%7.262-8
3F127 1%+CH3COOH (1%)7.653396+5
4ПВП 1%*9165
5ХТ100 0,05%89960+53
6ХТ100 0,2%*112790
7ХТ100 (0,2%)-F127 2%*6.8501250
8ХТ100 (0,2%)-ПВП 1%*10.41541320
9ТФПF20+F127(1%)6.646490+4
10ТФПF20+F127(1%)+ ХТ100 0,05%850405+36
*Относительная ошибка измерений составляла не более 5 %
Глава 4. Влияние хитозана на фотокаталитическую активность гидрофобных ПФС,
солюбилизированных плюроником F127
В настоящее время в антимикробной ФДТ (где от ФС не требуется высокой интенсивности
полос поглощения в «красной» области спектра), используют синтетические производные
тетрафенилпорфиринов (ТФП) – наиболее изученный класс гидрофобных порфиринов. Используют в
АФДТ, в частности, гидрированный аналог ТФП, 5,10,15,20-тетра(3-гидроксифенил) хлорин
(темопорфин) – в составе препарата, выпускаемого под названием “Foscan”.Тетрафенилпорфирины
обладают наиболее высоким из всех ФС квантовым выходом фотогенерации синглетного кислорода
(ФΔ ~0.6–0.8) при возбуждении светом с λ = 400 нм, при этом методы синтеза ТФП и его производных
достаточно просты. используют,
Интерес к фторзамещенным тетрафенилпорфиринам обусловлен как высоким квантовым
выходом (ФΔ) генерации 1О2, так и повышенной фотостабильностью по сравнению с незамещенными
ПФС [15].

4.1. Фотокаталитическая активность союбилизированных ТФП и ТФПF20
амфифильными полимерами.
Для использования в ФДТ гидрофобные порфирины и их аналоги переводят в
водорастворимую форму. Одним из способов перевода в водорастворимую форму ФС является
солюбилизация амфифильными полимерами, в частности, плюроником F-127, одним из наиболее
нетоксичных и эффективных ПАВ.

1800
1600
kэфф,л/(моль*с)

Рис.10Зависимостьэффективной
1400константы скорости kэфф реакции
фотоокислениятриптофана,
катализируемаяТФП-F127 (1),
1200ТФПF20-F127 (2) от концентрации
плюроника F127. СПФС=5·10-6М

1000

0,00,51,01,52,02,53,03,54,04,55,0 9,810,0
СF127 *104, М

Как следует из рис.10, характеры зависимостей эффективной константы скорости kэфф
фотоокисления триптофана от концентрации плюроника для ТФП и фторсодержащего ТФП заметно
отличаются, что связано с существенно большей гидрофобностью незамещенного ТФП.
Действительно, для получения эффективных водорастворимых фотосенсибилизирующих систем на
его основе требуется ~ в 20! раз большая концентрация плюроника чем для фторсодержащего ТФП
той же исходной концентрации.

4.2 Влияние хитозана на фотокаталитическую активность солюбилизированных ПФС
В таблице 2 представлены эффективные константы скорости реакции окисления триптофана,
катализируемой солюбилизированными плюроником F127 гидрофобными порфиринами ТФП и
ТФПF20 в присутствии и отсутствии ХТ100. Оказалось, хитозан практически не влияет на
фотокаталитическую активность солюбилизированного ТФП. В то же время в случае ТФПF20,
солюбилизированного F127, добавление хитозана приводит к некоторому росту kэфф (Таблица 2). Это,
очевидно, связано, с влиянием уксусной кислоты на активность порфиринов, что будет рассмотрено
далее (см. раздел 5).
Таблица 2. Эффективные константы скорости реакции фотоокисления триптофана в
присутствии систем ФС-АП-ХТ100
kэфф·10-3, моль/л·с
ТФПТФПF20
С F127 C хт10006·10-5М 10-4М06·10-4М 10-3М 6·10-3М
10-5М1,6
5·10 М
-5
1,01,91,92,02,0
10-4М1,41,51,31,82,02,32,2
5·10 М
-4
1,71,71,51,72,12,32,3
10-3М1,82,01,81,7
*Относительная ошибка измерений составляла не более 10 %

4.3. Размеры ассоциатов солюбилизированного плюроником F127 ТФПF20 и влияние
хитозана на них (метод ДСР).
Для установления характера взаимодействий между компонентами системы ТФПF20 – F127 –
ХТ100 в растворе были измерены ξ-потенциалы растворов F127 и ХТ100 , а также ТФПF20
солюбилизированного F127, в отсутствие и присутствии ХТ100 (табл1). Из табл. видно, что F127 в
нейтральном растворе характеризуется низким отрицательным значением ξ-потенциала (-8 mV). В
уксуснокислом растворе ξ-потенциал F127 сохраняет малое значение, однако, его знак меняется на
противоположный (+5mV), что говорит об образовании псевдо-поликатиона мицелл плюроника в
уксусной кислоте. Молекулы хитозана высокой степени деацетилирования характеризуются в кислой
среде высоким положительным зарядом, вследствие протонирования аминогрупп (+53 mV).
Солюбилммизаци плюроником ТФПF20F практически не меняет ξ-потенциал мицелл (+4 mV),. В
тройной системе ТФПF20+F127(1%)+ ХТ100 величина ξ-потенциала составляет +36 mV,то есть
значительно ниже, чем у свободного хитозана. Этот эффект может свидетельствовать о
взаимодействии хитозана с мицеллами ТФПF20+F127(1%). Маловероятно, что взаимодействие
полисахарида и плюроника в кислой среде имеет электростатическую природу, так как оба компонента
несут одноименный заряд. Наиболее вероятно, что такое взаимодействие носит гидрофобный характер
(доступная гидрофобная поверхность молекулы хитозана составляет ≈ 50%), а понижение
поверхностного заряда продукта взаимодействия обусловлено перестройкой поверхности мицеллы в
новых условиях.
Как видно из рис.11 для ТФПF20, солюбилизированного F127 в присутствии ХТ100 происходит
изменение характерных размеров ассоциатов порфирина (табл.1 № 9, 10). Такие изменения, как было
указано выше, могут быть связаны с взаимодействием мицелл плюроника с макромолекулами
хитозана. Очевидно, что наличие гидрофобных ФС в мицеллах плюроника способствует гидрофобным
взаимодействиям в системе мицеллы плюроника – макромолекулами хитозана.
Интенсивность ,%
3
1101001000
d, нм

Рис.11 Распределение по размерам ассоциатов в водных и
уксуснокислых растворах ТФПF20-F127 (1), ХТ100(2),
ТФПF20-F127-ХТ100(3).
Глава 5. Влияние температуры и рН среды на фотокаталитическую активность системы ФС-
АП – ХТ

Для установления оптимальных условий проведения АФДТ с системами ПФС-АП-ХТ было изучено
влияние температуры и рН среды на величину эффективной константы скорости фотоокисления
триптофана
5.1. Зависимость эффективной константы скорости фотоокисления триптофана в
присутствии системы ДМГ-ПВП-ХТ20 от температуры
Как уже упоминалось, растворенный в кислой среде протонированный хитозан является
поликатионом (рКа – 6,5) и на его конформацию, в значительной степени определяющую его
способность взаимодействовать с амфифильными полимерами и ФС, влияет, помимо концентрации
компонентов, температура и рН среды.
Из рис.12 следует, что фотокаталитическая активность порфирина (ДМГ) несколько растет с
увеличением температуры (рис.12, кривая 1), что вызвано увеличением растворимости порфирина.
Для комплексов порфирина с ПВП температурные зависимости kэфф носят экстремальный характер,
причем максимальные значения kэфф наблюдаются при 20-30оС. Максимальные значения kэфф
наблюдаются для комплекса ДМГ-ПВП при 20оС и концентрации ПВП 10-4моль/л. Такие сложные
температурные зависимости для kэфф порфирин-полимерных комплексов от температуры
определяются конформационными перестройками надмолекулярной структуры полисахарида и АП и,
возможно, изменением структуры ассоциатов ПВП. В частности, известно[16], что с увеличением
температуры выше 30оС происходит дегидратация ПВП, что в свою очередь может являться причиной
падения эффективной константы скорости окисления kэфф с увеличением температуры (рис. 12, кривые
2-4).
2000

1800

1600Рис.12.Зависимостиэффективной
константы kэфф скорости окисления
триптофана (10-4моль/л), катализируемого
1400
3комплексом ДМГ -ПВП, от t при разных
kэфф

1200
концентрациях полимера: 0 моль/л (1);
1000
1·10-5 моль/л (2); 5·10-5 моль/л (3); 1·10-4
моль/л (4).
10152025303540
Т, С

На фотокаталитическую активность ДМГ, агрегированного вблизи макромолекул ХТ20
температура практически не влияет (рис.13, кривая 1). Другими словами, повышение температуры в
данном случае не вызывает разагрегации порфирина, связанного с протонированными аминогруппами
макромолекул ХТ.
В тройной системе ДМГ-ПВП-ХТ20 температурные зависимости kэфф носят сложный характер
(рис.13), причем величины kэфф зависят от концентрации ПВП (рис.13 кривые 2-4). По-видимому,
падение величины kэфф при температурах ≥ 30°С связан с вышеупомянутой дегидратацией молекул
ПВП. Здесь следует подчеркнуть, что фиксируемый немонотонный характер исследуемых
температурных зависимостей указывает на происходящие в рассматриваемой тройной системе
сложные температурно-зависимые конформационные перестройки при изменении относительной
доли компонентов в таких системах. Важно, что максимальная активность комплексов порфирин-
амфифильный полимер-полисахарид наблюдаются во всех случаях при комнатной температуре,
наиболее комфортной для пациента.
650
5504Рис. 13. Зависимости эффективной константы
kэфф скорости окисления триптофана (10-
kэфф,л/(моль*с)
моль/л), катализируемого комплексом ДМГ
400– ПВП-ХТ20, от температуры при разных
3503концентрациях ПВП: 0 моль/л (1); 10-5 моль/л
(2); 5 ∙10-5 моль/л (3); 10-4 моль/л (4); 5 ∙10-4
2моль/л (5). Концентрация ХТ20 10-4моль/л.
1
2025303540

t, С

5.2. Влияние уксусной кислоты на фотокаталитическую активность порфиринов
Поскольку растворимость хитозана в водной среде незначительна, для приготовления водных
растворов ХТ обычно используют 2% уксусную кислоту. В то же время в связи с тем, что
порфириновые фотосенсибилизаторы обладают одновременно основными и очень слабыми
кислотными свойствами, в данной работе исследовано влияние кислотности среды на состояние и
фотокаталитическую активность ФС и комплексов ФС с АП в реакции окисления триптофана. В
кислой среде происходит протонирование тетрапиррольных макроциклов, которое может приводить
к изменению квантового выхода генерации синглетного кислорода порфирином [12]. Следует
отметить, что процесс протонировния многостадиен и в зависимости от кислотности среды можно
получить как моно-, так и дипротнированные порфирины, находящиеся в равновесии друг с другом и
с нейтральной формой. Одним из методов определения присутствия протонированных форм
порфиринов в растворе является анализ их спектров поглощения и флуоресценции. В частности, для
моно- и ди-протонированных форм порфирина наблюдаются батохромные сдвиги максимумов полосы
Соре (относительно соответствующего максимума полосы Соре непротонированной формы
порфирина) [17].
В связи с вышесказанным было определено соотношение протонированных и
непротонированных форм порфирина в зависимости от концентрации уксусной кислоты в растворе
путем анализа соответствующих ЭСП ДМГ и ХЛ. При малом количестве уксусной кислоты (0,02%)
происходит агрегация порфиринов, что выражается в сильном падении оптической плотности полосы
Соре и ее уширении (рис. 14, кривая 2).
400нм
1,5
Оптическая плотность, D

1,0
Рис. 14 ЭСП ДМГ в уксусной
40,07550кислоте, где концентрация СН3СООН
0,06

390нм0,05
– 0%(1); 0,02% (2); 0,2% (3); 0,3%(4);
130,042% (5).
0,50,03
0,02

0,01

20,00
500600

0,0
300400500600
Длина волны, нм
В ЭСП ДМГ с увеличением концентрации уксусной кислоты (от 0,02% до 2%) происходит
батохромный сдвиг полосы Соре на 10 нм, и рост ее интенсивности, что, очевидно, связано с
образованием монопротонированной формы ДМГ, доля которой растет с увеличением концентрации
кислоты в растворе. Для ХЛ изменения в ЭСП менее значительны. Так, в ЭСП хлорина при небольших
концентрациях уксусной кислоты, наблюдается небольшой гипсохромный сдвиг с образование плеча
при 640 нм (I Q полоса). Очевидно, в случае хлорина образуются также монопротонированные формы,
но в меньших количествах, чем в случае ДМГ. Это связано с существенно большей величиной
константы ионизации хлоринов по сравнению с порфиринами (например, для хлорофилловой кислоты
K=2,3·10-15, а для дейтеропорфирина K=7,1·10-16). Это означает, что для полного протонирования
молекул хлоринов необходимы более низкие значения рН.
Действительно в растворах соляной кислоты (0,2 – 2)Н в спектрах поглощения обоих
порфиринов происходит дополнительный батохромный сдвиг полосы Соре на 5 нм, что говорит об
образовании дипротонированной формы порфирина в 2Н HCL.
При этом оказалось, что при увеличении концентрации уксусной кислоты
фотокаталитическая активность ДМГ возрастает в 1.4 раза (рис.15, кривая 1), а фотокаталитическая
активность ХЛ уменьшается в 1.2 раза (рис.15, кривая 2).
1250

1200
1150
kэфф,л/(моль*с)

1100

1050

10002
0,000,020,040,060,080,100,120,140,160,180,20
Концентрация CH3COOH, %

Рис.15. Зависимость эффективной константы скорости реакции фотоокисления триптофана катализируемого
ФС: ДМГ (1) и ХЛ (2) от концентрации уксусной кислоты. Концентрация ФС -5·10-6 моль/л, концентрация триптофана
1·10-4моль/л

Увеличение активности ДМГ в присутствии уксусной кислоты связано с увеличением
квантового выхода генерации синглетного кислорода для протонированных форм порфиринов и
соответствующим образом в кислой среде для хлоринов наблюдается уменьшение квантового выхода
генерации синглетного кислорода для хлоринов [12].

5.3. Влияние кислоты на фотокаталитическую активность комплексов ФС-АП.
5.3.1.Влияние уксусной кислоты на фотокаталитическую активность комплексов
водорастворимых ФС с АП
В присутствии уксусной кислоты, как следует из рис.16, для всех систем ФС-АП наблюдается
падение в разной степени фотокаталитической активности (кривые 1- 4). При этом, из рис.16 следует,
что в кислой среде характер зависимостей kэфф от концентрации кислоты определяется структурой
полимера.
1500
1400Рис.16.Зависимость
1300
эффективнойконстанты
скоростиреакции

kэфф,л/(моль*с)
1200
фотоокислениятриптофана
катализируемого комплексами
1100
10003ДМГ-ПВП (1), ДМГ-F-127 (2),
900ХЛ-ПВП (3) и ХЛ-F-127 (4) от
8004концентрацииуксусной
700кислоты. Концентрация ПФС –
6005·10-6М,концентрация
5002полимеров: ПВП – 5·10-5М, F-
400127 – 5·10-5М.
0,000,010,020,030,040,1950,200
Концентрация CH3COOH, %

Действительно, для комплексов ФС- F-127 (рис. 16 кривые 2, 4) уже при концентрации
СН3СООН 0,005% наблюдается падение значений эффективной константы скорости kэфф, – в 1,6 -2
раза для ХЛ и ДМГ, соответственно. В то же время активность комплексов ДМГ и ХЛ с ПВП в
фотоокислении триптофана в присутствии уксусной кислоты (0,02-0,2%) в растворе меняется
незначительно (рис.16, кривые 1, 3), поскольку надмолекулярная структура ПВП практически не
зависит от рН среды [12]. В случае плюроника, по-видимому, в подкисленной среде происходит
агрегация мицелл F-127 [18], что приводит к увеличению размеров полимерных ассоциатов и
уплотнению мицелл. Можно полагать, что в результате таких процессов происходит формирование
псевдо-поликатиона, что приводит к агрегации ФС и снижению значений эффективной константы
скорости kэфф окисления субстрата. Как уже упоминалось, (см. Табл. 1 № 3 и раздел 4.3), образование
полимерных ассоциатов и формирование псевдо-поликатиона в растворе плюроника в присутствии
уксусной кислоты подтверждено данными ДСР.

5.3.2 Влияниеуксуснойкислотынафотокаталитическуюактивность
солюбилизированных плюроником F127 гидрофобных ФС
Добавление кислоты не ведет к уменьшению фотокаталитической активность комплексов ТФП
и ТФПF20 c F127, в отличие от таких же комплексов плюроника с водорастворимыми порфиринами.
Поскольку эти тетрафенилпорфирины гидрофобны и при солюбилизации плюроником F127
локализуются в ядре мицеллы, то изменение кислотности раствора практически не влияет на их
состояние. В случае комплекса ТФП-F127 изменения его активности в присутствии уксусной кислоты
практически не наблюдается (рис. 17а), а для комплекса ТФПF20-F127 виден небольшой рост
активности (рис.17б). Такие различия в фотосенсибилизирующих свойствах гидрофобных ФС могут
быть связаны с разной степенью агрегированности солюбилизированных тетрафенилпорфиринов.
Очевидно, ТФПF20 менее агрегирован и, следовательно, более равномерно распределен в мицеллах
плюроника. По-видимому, причиной меньшей агрегированности ТФПF20 при солюбилизации
является наличие атомов фтора, которое обеспечивает лучшее связывание с плюроником. Возможно,
в этом случае, добавление кислоты, обычно приводящее к «слипанию» мицелл плюроника[18], в
данном случае ведет к эффективному концентрированию ТФПF20 и субстрата и некоторому росту
активности. Тогда как в случае ТФП (менее разагрегированному по сравнению с ТФПF20)
взаимодействие мицелл не приводит к эффективному концентрированию ФС. Неизменность
состояния самих ФС подтверждается отсутствием изменений в ЭСП и спектрах флуоресценции
солюбилизированных тетрафенилпорфиринов при добавлении хитозана.
2150
б
а
1800
17502100

17003

kэфф,л/(моль*с)
2050
kэфф,л/(моль*с)

1650
2000
1600
15501950

15001900
1450
1850
1400
1800
1350
13001750
1250
0,000,040,080,120,160,20
0,000,050,100,150,20
Ссн3соон , %ССН3СООН, %

Рис.17 Зависимость эффективной константы скорости реакции фотоокисления триптофана катализируемой ПФС-
F127 (ПФС: ТФП (а) и ТФПF20(б)) от концентрации уксусной кислоты, где СF127=10-3М (1); 10-4М (2); 5·10-5М (3).
СПФС=5·10-6М

Приложение 1.
In vivo эксперименты по фотодинамическому воздействию с использованием комплексов
фотодитазин-хитозан-поливинилпирролидон при лечении модельных ранах у лабораторных
животных.
Исследования были выполнены на животных (23 крысы), разделенных на 6 групп, по 3-4 крысы
в каждой, в зависимости от способа обработки раны в каждой группе (Таблица 3). Экспериментальные
группы I–V служили в качестве контроля для базовой экспериментальной группы VI. В исследовании
использовали модель полнослойной плоской раны с тефлоновыми ограничительными кольцами,
описанной в работе [19].

Таблица 3. Распределение животных по группам
ГруппаIIIIIIIVVVI
Обработканет ХТФД+hν ФД-ХТ+hνФД-ПВП+hνФД-ПВП-ХТ+hν

Показано, что добавление хитозана в раствор фотодитазина (IV группа) практически не
уменьшало геморрагический эффект ФДТ с применением фотодитазина, который был ранее
обнаружен. На основании внешних клинических признаков и результатов гистологических
исследований, было показано, что ФДТ с применением композиции фотодитазин-ПВП-хитозан
(группа VI) оказывает заметное противовоспалительное и прорегенеративное действие. Введение
хитозана в комплекс фотодитазин –ПВП (VI группа) снижало гистотоксичность фотодитазина по
сравнению с бинарной системой фотодитазин-ПВП (V группа), о чем свидетельствовало отсутствие
геморрагической реакции в ранах экспериментальной группы VI. Применение ФДТ с использованием
комплексов фотодитазина с ПВП и ХТ усиливало антибактериальный эффект в большей степени, чем
комплекс фотодитазин-хитозан (IV группа), так как в ране не было обнаружено бактериальных клеток.
В то же время нами были обнаружены бактериальные клетки в ранах I-V. Показано,что тройной
комплекс фотодитазин-ПВП-хитозан в большей степени снижает активность воспалительных
процессов и усиливает пролиферацию фибробластов, неоангиогенез, рост и созревание
грануляционной ткани по сравнению с комплексом фотодитазин-ПВП.
Действительно, толщина грануляционной ткани в ранах VI группы на четвертые сутки
наблюдения составила 350 ± 50 мкм, при этом в V группе она составляла 206 ± 50 мкм, а в IV группе
толщина незрелой грануляционной ткани составляла (160-180) ± 50 мкм.
ВЫВОДЫ
1. Впервые получены тройные фотосенсибилизирующие системы на основе водорастворимых
порфиринов (ДМГ, ХЛ), амфифильных полимеров ( плюроник F127, ПВП) и хитозана разной
мол.массы, обладающие высокой активностью в генерации синглетного кислорода.
2. Показано, что фотосенсибилизирующая активность водорастворимых порфиринов в тройных
системах с хитозаном и амфифильным полимером определяется природой АП. Наибольшую
активность проявляли комплексы ДМГ и Хл с ПВП.
3. Показано, что уксусная кислота (использующаяся для растворения хитозана) снижает активность
комплексов ФС – плюроник из-за разрушения мицеллярной структуры плюроника и практически не
влияет на активность комплексов ФС-ПВП благодаря стабильности надмолекулярной структуры
ПВП в кислой среде.
4. Показано, что фотокаталитическая активность тройных композиций (ФС-АП-ХТ20), полученных
на основе низкомолекулярного хитозана, не превышает активность исходного ФС, в то время как
аналогичные системы на основе среднемолекулярного хитозана превышают по активности исходный
ФС в 1,5- 2 раза, что связано с разной супрамолекулярной структурой ХТ20 и ХТ100 в водных
растворах.
5. Показано, что гидрофобные порфирины – ТФП и ТФПF20, солюбилизированные F127, обладают
высокой фотокаталитической активностью в присутствии хитозана, что связано со стабилизацией
мицеллярной структуры плюроников в растворах уксусной кислоты при солюбилизации
гидрофобных соединений.
6. Методами РСА и АСМ было показано, что хитозан и ПВП в пленках, полученных при испарении
уксуснокислых водных растворов, содержащих системы ДМГ-ПВП-ХТ, не образуют общей фазы,
при этом порфирин преимущественно локализуется в мелкодисперном виде в фазе ПВП
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
[1]L. Huang, Y. Xuan, Y. Koide, T. Zhiyentayev, M. Tanaka, and M. R. Hamblin, “Type I and Type II mechanisms of
antimicrobial photodynamic therapy: An in vitro study on gram-negative and gram-positive bacteria,” Lasers Surg. Med.,
vol. 44, no. 6, pp. 490–499, Aug. 2012, doi: 10.1002/lsm.22045.
[2]Y. Nitzan, M. Gutterman, Z. Malik, and B. Ehrenberg, “INACTIVATION OF GRAM-NEGATIVE BACTERIA BY
PHOTOSENSITIZED PORPHYRINS,” Photochem. Photobiol., vol. 55, no. 1, pp. 89–96, Jan. 1992, doi: 10.1111/j.1751-
1097.1992.tb04213.x.
[3]M. R. Hamblin and T. Hasan, “Photodynamic therapy: A new antimicrobial approach to infectious disease?,” Photochem.
Photobiol. Sci., vol. 3, no. 5, pp. 436–450, 2004, doi: 10.1039/b311900a.
[4]A. Muxika, A. Etxabide, J. Uranga, P. Guerrero, and K. de la Caba, “Chitosan as a bioactive polymer: Processing,
properties and applications,” Int. J. Biol. Macromol., vol. 105, pp. 1358–1368, 2017, doi: 10.1016/j.ijbiomac.2017.07.087.
[5]Д. A. Бузинова и A. Б. Шиповская, “Сорбционные И Бактерицидные Свойства Пленок Хитозана,” Известия
Саратовского Университета. Новая Серия. Серия Химия. Биология. Экология, том. 8, № 2, 2008.
[6]N. N. Glagolev, S. Z. Rogovina, A. B. Solov’eva, N. A. Aksenova, and S. L. Kotova, “Photocatalytic activity of water-
soluble tetrapyrrole compounds in the presence of amino-containing polymers,” Russ. J. Phys. Chem. A, vol. 80, no. 1
SUPPL., pp. 72–76, 2006, doi: 10.1134/S0036024406130127.
[7]J. R. Wagner, H. Ali, Ré. Langlois, N. Brasseur, and J. E. Ller, “BIOLOGICAL ACTIVITIES OF
PHTHALOCYANINES—VI. PHOTOOXIDATION OF L-TRYPTOPHAN BY SELECTIVELY SULFONATED
GALLIUM PHTHALOCYANINES: SINGLET OXYGEN YIELDS AND EFFECT OF AGGREGATION,” Photochem.
Photobiol., vol. 45, no. 5, pp. 587–594, May 1987, doi: 10.1111/j.1751-1097.1987.tb07384.x.
[8]Э. В. Попова, Н.С. Домнина, Н.М. Коваленко, Е.А. Борисова, Л.Е. Колесников, С.Л. Тютерев, “Биологическая
активность хитозана с разной молекулярной массой” Вестник защиты растений, том. 3, № 93, сс. 28–33, 2017.
[9]В. Н. Давыдова, И. М. Ермак, “Конформация Молекул Хитозана В Водных Растворах,” Биофизика, том. 63, № 4,
с. 648–660, 2018, doi: 10.1134/s0006302918040038.
[10]Ю. А. Горох и др., “Влияние амфифильных полимеров на фотокаталитическую активность водорастворимых
порфириновых фотосенсибилизаторов,” Журнал Физической Химии, том. 85, № 5, сс. 959–963, 2011.
[11]T. M. Zhiyentayev et al., “Complexes of chlorin e6 with pluronics and polyvinylpyrrolidone: Structure and photodynamic
activity in cell culture,” Photochem. Photobiol., vol. 90, no. 1, pp. 171–182, 2014, doi: 10.1111/php.12181.
[12]М.В. Пархоц, В.А. Галиевский, А.С. Сташевский, Т.В. Трухачева, Б.М. Джагаров, “Динамика и эффективность
фотосенсибилизированного образования синглетного кислорода хлорином е6: влияние рН раствора и
поливинилпирролидона,” Оптика и спектроскопия, том. 107, № 6, с. 1026-1032, 2009, doi:
10.1134/S0030400X09120200.
[13]M. W. Anthonsen, K. M. Vårum, A. M. Hermansson, O. Smidsrød, and D. A. Brant, “Aggregates in acidic solutions of
chitosans detected by static laser light scattering,” Carbohydr. Polym., 1994, doi: 10.1016/0144-8617(94)90157-0.
[14]I. V. Blagodatskikh et al., “Short chain chitosan solutions: self-assembly and aggregates disruption effects,” J. Polym.
Res., vol. 20, no. 2, p. 73, Feb. 2013, doi: 10.1007/s10965-013-0073-0.
[15]S. G. DiMagno, J. C. Biffinger, and H. Sun, “Fluorinated Porphyrins and Corroles: Synthesis, Electrochemistry, and
Applications,” in Fluorine in Heterocyclic Chemistry Volume 1, Cham: Springer International Publishing, 2014, pp. 589–
620.
[16]Ю.Э.Кирш, Поли-N-винилпирролидон и другие поли-N-виниламиды : Синтез и физ.-хим. свойства. Москва: Наука,
1998.
[17]M. M. Kruk, A. S. Starukhin, and W. Maes, “Influence of macrocycle protonation on the photophysical properties of
porphyrins,” Macroheterocycles, vol. 4, no. 2, pp. 69–79, 2011, doi: 10.6060/mhc2011.2.01.
[18]B. Yang et al., “Effect of acid on the aggregation of poly(ethylene oxide)-poly(propylene oxide)-poly(ethylene oxide)
block copolymers,” J. Phys. Chem. B, vol. 110, no. 46, pp. 23068–23074, 2006, doi: 10.1021/jp0634149.
[19]A. B. Shipovskaya, D. A. Rudenko, V. I. Fomina, and N. V Ostrovsky, “Structure and propperties of chitosan-based films
for biomedical purposes,” Eur. J. Nat. Hist., no. 6, pp. 7–12, 2012.